Chia sẻ bài báo qua Email SINH TRƯỞNG IN VITRO, SINH LÝ VÀ SINH HÓA CỦA CÂY BẪY KẸP (Dionaea muscipula) TRÊN CÁC MÔI TRƯỜNG NUÔI CẤY KHÁC NHAU
Thông tin bài báo
Ngày nhận bài: 25/03/26 Ngày hoàn thiện: 27/07/26 Ngày đăng: 28/07/26Các tác giả
1. Lê Chí Toàn, Trường Đại học Sư phạm Hà Nội 22. Lê Thế Biên, Trường Đại học Công nghệ Miền Đông
3. Nguyễn Đức Huy, Hợp tác xã Thủy canh Việt
4. Kră Jăn Ha Ben Ja Min, Trường Đại học Đà Lạt
5. Nguyễn Văn Bình, Trường Đại học Đà Lạt
6. Hoàng Thanh Tùng
, Trường Đại học Đà Lạt
Tóm tắt
Cây bẫy kẹp (Dionaea muscipula Ellis) là loài thực vật bắt mồi có giá trị khoa học và thương mại cao, tuy nhiên việc tối ưu hóa môi trường nuôi cấy in vitro, đặc biệt về thành phần khoáng, vẫn còn hạn chế. Nghiên cứu này nhằm đánh giá ảnh hưởng của các môi trường khoáng khác nhau đến sinh trưởng, đặc điểm sinh lý và sinh hóa của cây trong điều kiện in vitro. Chồi được nuôi cấy trên các môi trường MS, SH và WPM ở các mức nồng độ khác nhau (nguyên, ½ và 1/3). Kết quả cho thấy môi trường ½ SH là tối ưu nhất, với chiều dài lá đạt 3,03 cm, chiều dài bẫy 1,90 cm và số lượng bẫy ≥ 0,5 cm cao hơn 2 - 4 lần so với các nghiệm thức khác sau 6 tuần. Đồng thời, môi trường này cũng thúc đẩy tích lũy chlorophyll cao nhất, góp phần nâng cao khả năng quang tự dưỡng và tích lũy chất khô. Môi trường WPM có ưu thế về sinh khối tươi và hình thành rễ, trong khi môi trường MS gây ức chế sinh trưởng. Về sinh hóa, hoạt tính enzyme chống oxy hóa và hàm lượng phenolic thay đổi tùy môi trường, phản ánh khả năng thích nghi của cây. Kết quả cho thấy môi trường khoáng thấp như ½ SH và WPM phù hợp hơn cho nhân giống in vitro.
Từ khóa
Toàn văn:
PDFTài liệu tham khảo
[1] D. Willcox, "Conservation status, ex situ priorities and emerging threats to small carnivores," International Zoo Yearbook, vol. 54, no. 1, pp. 19-34, 2020.
[2] A. Pavlovič, K. Miroslav, L. Michaela, and A. Lubomír, "Feeding on prey increases photosynthetic efficiency in the carnivorous sundew Drosera capensis," Annals of Botany, vol. 113, no. 1, pp. 69-78, 2014.
[3] K. M. Ahmad, M. A. Z. Syed, K. S. Praveen, and M. H. David, "Regeneration of venus fly trap (Dionaea muscipula Ellis) from leaf culture," HortScience, vol. 40, no. 4, pp. 1062-1063, 2005.
[4] T. Murashige and S. Folke, "A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures," Physiologia Plantarum, vol. 15, no. 3, pp. 473-497,1962.
[5] G. Lloyd and B. McCown, "Commercially-feasible micropropagation of mountain laurel, Kalmia latifolia, by use of shoot-tip culture,” Proceedings of International Plant Propagators Society, vol. 30, pp. 421-427, 1981
[6] T. A. Arteta, H. Radhia, L. Mariana et al., "Artificial neural networks elucidated the essential role of mineral nutrients versus vitamins and plant growth regulators in achieving healthy micropropagated plants," Plants, vol. 11, no. 10, 2022, Art. no. 1284.
[7] R. U. Schenk and A. C. Hildebrandt, "Medium and techniques for induction and growth of monocotyledonous and dicotyledonous plant cell cultures," Canadian Journal of Botany, vol. 50, no. 1, pp. 199-204, 1972.
[8] G. Garg, B. Alok, C. Shweta, and K. Sanjay, "Nutrient medium and its fortification for in vitro cultivation of medicinal plants," Tissue Culture Techniques and Medicinal Plants, CRC Press, 2024, pp. 123-133.
[9] G. W. Jang, K. S. Kim, and R. D. Park, "Micropropagation of Venus flytrap by shoot culture," Plant Cell, Tissue and Organ Culture, vol. 72, no. 1, pp. 95-98, 2003.
[10] S. Marklund and G. Marklund, "Involvement of the superoxide anion radical in the autooxidation of pyrogallol and a convenient assay for superoxide dismutase," European Journal of Biochemistry, vol. 47, no. 3, pp. 469-474, 1974.
[11] L. Goth, "A simple method for determination of serum catalase activity and revision of reference range," Clinica Chimica Acta, vol. 196, no. 2-3, pp. 143-151, 1991.
[12] Y. Nakano and K. Asada, "Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate specific peroxidase in spinach chloroplasts," Plant and Cell Physiology, vol. 22, no. 5, pp. 867-880, 1981.
[13] C. Desmarchelier, B. M. J. Novoa, J. Coussio et al., "Antioxidant and prooxidant activities in aqueous extracts of Argentine plants," International Journal of Pharmacognosy, vol. 35, no. 2, pp. 116-120, 1997.
[14] T. Nikolaeva, P. Lapshin, and N. Zagoskina, "Method for determining the total content of phenolic compounds in plant extracts with Folin-Denis reagent and Folin-Ciocalteu reagent: modification and comparison," Russian Journal of Bioorganic Chemistry, vol. 48, pp. 1519-1525, 2022.
[15] S. Capó-Bauçà, F. C. Marcel, R. C. Miquel et al., "Biochemical and mesophyll diffusional limits to photosynthesis are determined by prey and root nutrient uptake in the carnivorous pitcher plant Nepenthes× ventrata," Annals of Botany, vol. 126, no. 1, pp. 25-37, 2020.
[16] B. Abdullahil, E. J. Lee, and K. Y. Paek, "Medium salt strength induced changes in growth, physiology and secondary metabolite content in adventitious roots of Morinda citrifolia: the role of antioxidant enzymes and phenylalanine ammonia lyase," Plant Cell Reports, vol. 29, no. 7, pp. 685-694, 2010.
[17] M. Wójciak, F. Marcin, S. Piotr et al., "Carnivorous plants from Nepenthaceae and Droseraceae as a source of secondary metabolites," Molecules, vol. 28, no. 5, 2023, Art. no. 2155.
[18] M. Stanilova, G. Rossen, T. Antoaneta et al., "Influence of nutrient medium composition on in vitro growth, polyphenolic content and antioxidant activity of Alchemilla mollis," Natural Product Communications, vol. 7, no. 6, pp. 761-766, 2012.
[19] L. Adamec, M. Ildikó, and P. Andrej, "Recent ecophysiological, biochemical and evolutional insights into plant carnivory," Annals of Botany, vol. 128, no. 3, pp. 241-259, 2021.DOI: https://doi.org/10.34238/tnu-jst.15202
Các bài báo tham chiếu
- Hiện tại không có bài báo tham chiếu