HIỆU QUẢ BẢO QUẢN MẪU PHÂN BẰNG CHÂN KHÔNG  TRONG XÉT NGHIỆM TRỨNG GIUN TRÒN TRÊN BÒ

Nguyễn Văn Trọng; Nguyễn Ngọc Đỉnh

doi:10.34238/tnu-jst.5082

HIỆU QUẢ BẢO QUẢN MẪU PHÂN BẰNG CHÂN KHÔNG TRONG XÉT NGHIỆM TRỨNG GIUN TRÒN TRÊN BÒ

Thông tin bài báo

Ngày nhận bài: 25/09/21 Ngày hoàn thiện: 26/09/22 Ngày đăng: 07/10/22

Các tác giả

1. Nguyễn Văn Trọng , Trường Đại học Tây Nguyên
2. Nguyễn Ngọc Đỉnh, Trường Đại học Tây Nguyên

Tóm tắt

Lựa chọn phương pháp bảo quản phân thích hợp là một trong những điều kiện tiên quyết để xét nghiệm tìm trứng sử dụng kỹ thuật soi kinh hiển vi. Nghiên cứu này được thiết kế để đánh giá hiệu quả của kỹ thuật bảo quản mẫu phân bò bằng hút chân không trong xét nghiệm trứng giun tròn. Mẫu phân lấy từ 286 bò được chia làm hai phần với mỗi phần sử dụng hai kỹ thuật bảo quản khác nhau. Phương pháp phù nổi và McMaster lần lượt được sử dụng để kiểm tra số mẫu dương tính và số trứng/gam phân. Kết quả cho thấy tỷ lệ mẫu dương tính được phát hiện khi bảo quản chân không là 21% (khoảng tin cậy 95%: 16,4 - 26,2%) cao hơn tỷ lệ mẫu dương tính bảo quản trong formalin 5%, 13,3% (khoảng tin cậy 95%: 9,6 - 17,8%). Trung bình số trứng/gam phân từ mẫu bảo quản chân không là 60 ± 44,5 cao hơn từ mẫu bảo quản trong formalin 5%, 51,6 ±33,4. Khi xét nghiệm mẫu bảo quản chân không, phương pháp phù nổi có độ nhạy 92,3% (khoảng tin cậy 95%: 85,5 - 98,7%) cao hơn so với bảo quản trong dung dịch formalin 5% với độ nhạy 58,4% (khoảng tin cậy 95%: 41,51 - 70,4%). Nghiên cứu này cho thấy bảo quản mẫu phân bò trong điều kiện chân không ưu việt hơn bảo quản bằng formalin 5% cho cả định tính và định lượng giun tròn.

Từ khóa

Chân không; Formalin 5%; Phương pháp bảo quản; Mẫu phân bò; McMaster

Toàn văn:

PDF

Tài liệu tham khảo

[1] G. Cringoli, “FLOTAC, a novel apparatus for a multivalent faecal egg count technique,” Parassitologia, vol. 48, no. 3, pp. 381-384, 2006.

[2] A. Pereckienė et al., “A comparison of modifications of the McMaster method for the enumeration of Ascaris suum eggs in pig faecal samples,” Vet. Parasitol., vol. 149, no. 1-2, pp. 111-116, 2007.

[3] W. J. Foreyt, “Recovery of nematode eggs and larvae in deer: Evaluation of fecal preservation methods,” J. Am. Vet. Med. Assoc., vol. 189, no. 9, pp. 1065-1067, 1986.

[4] G. Cringoli, L. Rinaldi, V. Veneziano, G. Capelli, and A. Scala, “The influence of flotation solution, sample dilution and the choice of McMaster slide area (volume) on the reliability of the McMaster technique in estimating the faecal egg counts of gastrointestinal strongyles and Dicrocoelium dendriticum in sheep,” Vet. Parasitol., vol. 123, no. 1-2, pp. 121-131, 2004.

[5] L. Rinaldi, G. C. Coles, M. P. Maurelli, V. Musella, and G. Cringoli, “Calibration and diagnostic accuracy of simple flotation, McMaster and FLOTAC for parasite egg counts in sheep,” Vet. Parasitol., vol. 177, no. 3-4, pp. 345-352, 2011.

[6] R. K. Reinecke, A field study of some nematode parasites of bovines in a semi-arid area, with special reference to their biology and possible methods of prophylaxis, University of Pretoria, 1958.

[7] H. W. Brown, “A quantitative study of the influence of oxygen and temperature on the embryonic development of the eggs of the pig ascarid (Ascaris suum Goeze),” J. Parasitol., vol. 14, no. 3, pp. 141-160, 1928.

[8] M. K. Nielsen, A. N. Vidyashankar, U. V Andersen, K. DeLisi, K. Pilegaard, and R. M. Kaplan, “Effects of fecal collection and storage factors on strongylid egg counts in horses,” Vet. Parasitol., vol. 167, no. 1, pp. 55-61, 2010.

[9] J. F. William, “Veterinary parasitology reference manual,” Iowa State Univ. Press, vol. 3, no. 7, pp. 173-175, 2001.

[10] L. R. Ballweber, “Diagnostic methods for parasitic infections in livestock,” Vet. Clin. Food Anim. Pract., vol. 22, no. 3, pp. 695-705, 2006.

[11] F. Ramos et al., “The effect of formalin fixation on the polymerase chain reaction characterization of Entamoeba histolytica,” Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg., vol. 93, no. 3, pp. 335-336, 1999.

[12] M. Thrusfield, Veterinary epidemiology. John Wiley & Sons, 2018.

[13] E. Jagła, J. Śpiewak, G. Zaleśny, and M. Popiołek, “Effect of storage and preservation of horse faecal samples on the detectability and viability of strongylid nematode eggs and larvae,” Bull. Vet. Inst. Pulawy, vol. 57, pp. 161-165, 2013.

[14] A. Rowe, K. McMaster, D. Emery, and N. Sangster, “Haemonchus contortus infection in sheep: parasite fecundity correlates with worm size and host lymphocyte counts,” Vet. Parasitol., vol. 153, no. 3-4, pp. 285-293, 2008.

[15] L. F. Le Jambre, S. Dominik, S. J. Eady, J. M. Henshall, and I. G. Colditz, “Adjusting worm egg counts for faecal moisture in sheep,” Vet. Parasitol., vol. 145, no. 1-2, pp. 108-115, 2007.

[16] T. H. M. Mes, H. W. Ploeger, M. Terlou, F. N. J. Kooyman, M. P. J. Van der Ploeg, and M. Eysker, “A novel method for the isolation of gastro-intestinal nematode eggs that allows automated analysis of digital images of egg preparations and high throughput screening,” Parasitology, vol. 123, no. 3, pp. 309-314, 2001.

[17] B. Levecke et al., “The bias, accuracy and precision of faecal egg count reduction test results in cattle using McMaster, Cornell-Wisconsin and FLOTAC egg counting methods,” Vet. Parasitol., vol. 188, no. 1-2, pp. 194-199, 2012.

DOI: https://doi.org/10.34238/tnu-jst.5082

Các bài báo tham chiếu

Hiện tại không có bài báo tham chiếu



Ghi nhớ